心肺脑复苏技术的发展成功挽救了无数心脏骤停患者的生命^[1]。然而，尽管过去的几十年间我们对心肺脑复苏领域的研究和认识有了长足的发展，却仍仅是其冰山一角。心脏骤停及心肺脑复苏的病理生理机制极其复杂，选择和建立理想的研究模型对心肺脑复苏研究的深入开展具有极其重要的意义。本文将从细胞模型、离体器官模型、动物模型，以及高端模拟人等方面对既往心肺脑复苏研究中较常用到的实验模型及其应用进行系统性地梳理与评价。

1 细胞模型 1.1 适用范围

细胞缺氧复氧模型是体外从细胞水平进行缺血-再灌注损伤研究较理想的模型^[2]。由于缺血-再灌注损伤是复苏后综合征最重要的机制之一，许多缺血-再灌注损伤中的作用机制同样适用于心肺脑复苏研究。细胞缺氧复氧模型非常适合于药物等干预因素作用机理的探究，可用于复苏前的预处理及复苏后的干预性研究。

1.2 材料选择

由于心脏骤停与心肺复苏是一个系统性的缺血-再灌注过程，机体各组织脏器均不同程度地遭受缺血-再灌注的打击，研究范围也涵盖对各个组织器官的研究。目前已建立的缺氧复氧细胞模型包括心脏、脑、肺、肾、肝、肠、血管内皮等全身多个组织器官的细胞，细胞来源除大、小鼠，兔，猪等常用实验动物外，人心肌细胞、脑微血管内皮细胞、HK-2肾小管细胞、脐静脉内皮细胞等人体来源细胞亦在实验中得到较广泛地使用。

1.3 模型建立和应用

混合气体培养法是目前细胞缺氧复氧模型建立应用最广的方法之一，且常与模拟缺血-再灌注培养法联用^[3]。缺氧环境建立常用的气体组成为95 % N₂/5 % CO₂^[3-4]，部分实验也会根据实际情况在气体中混入少量O₂^[2]或H₂^[5]来建模。模拟缺血-再灌注培养法的基本原理为用缺氧液替换原有正常培养基以实现缺血模拟, 再用复氧液替换缺氧液以实现再灌注模拟^[6]。许多实验会同时进行氧糖剥夺，以更接近机体实际的缺血缺氧过程^{[3-4, 7]}。姜骏等^[8]建立的体外培养大鼠海马神经元氧糖剥夺与复氧模型具有较好的代表性，选择1~3 d的SD乳鼠取其海马组织，体外培养8 d后，将培养基更换为无糖Earle' s液，并放入已调至缺氧状态的三气培养箱(37 ℃，0.5%O₂，5% CO₂，94.5%N₂)氧糖剥夺6 h后复氧复糖24 h，细胞的凋亡率可接近50%，能达到比较满意的损伤效果。此外如安宁包厌氧法、亚硫酸钠耗氧法等建模方法也有报道，但应用相对较少。

细胞缺氧复氧实验结果可根据实验的具体需要从细胞形态结构及功能活性，凋亡坏死情况，相关蛋白、核酸分子及信号通路的表达和抑制情况等方面来进行分析和比较。

需注意的是实验条件不同，细胞种类、来源、培养方法、培养天数等不同，细胞耐缺氧的时间也将不同，缺氧导致细胞的损害程度，以及细胞中相关核酸、蛋白的表达也将存在差异。如Ding等^[9]和Yong等^[10]在实验中均采用H9c2心肌细胞进行2 h缺氧/2 h复氧处理，但缺氧诱导的方法不同，实验结果显示细胞凋亡比例相差近3倍。所以在借鉴他人实验方法的同时也应结合自己实验室的条件以及实验需要进行前期实验探索，从而更好地满足自身实验的需求。

1.4 模型评价

细胞实验不受体内神经、体液等因素的干扰，影响因素相对单一，实验稳定性及重复性好，而且还可以直接利用人源性细胞进行实验，缩小动物资料外推人体时的种属差异，具有操作方便、高效、实用、经济等特点。但是细胞缺氧/复氧模型也具有一定的局限性。其代表的是机体局部组织器官的缺血-再灌注过程，而心肺脑复苏是一个全身性的缺血-再灌注过程，后者对机体组织器官造成的损害远较局部缺血-再灌注严重且复杂^[11]。细胞实验离开了机体神经体液的调控，所得实验结果也并不能完全反映体内的情况，干预因素的添加方法、作用途径以及所产生的效应与临床实际仍然相差甚远。此外，临床患者心脏骤停后自主循环恢复前尚需经历心肺复苏这一关键而特殊的过程，这在细胞实验中很难模拟与实现。

2 离体组织器官模型 2.1 适用范围

离体组织器官缺血-再灌注模型既可从组织器官水平来评估和比较各种干预因素对独立的组织器官功能代谢的影响，又可从分子细胞水平探究其具体的作用机制，可用于药物等干预措施于复苏前、复苏中及复苏后的干预性研究。

2.2 材料选择

目前已建立的离体组织器官缺血-再灌注模型涵盖心、脑、肺、肾等全身多个组织器官。组织器官来源除大、小鼠，兔，猪等常用实验动物外，利用人脑微血管内皮细胞、脐静脉内皮细胞等建立的人血脑屏障体外模型亦在实验中得到较好使用。不同组织器官模型建立方法具有较大差异，限于篇幅，本文将主要对心肺复苏研究中常用的离体心脏Langendorff缺血-再灌注模型的实验方法进行论述。

2.3 模型建立和应用

Langendorff模型基本原理是在主动脉瓣处于关闭状态下，灌流液通过主动脉根部的冠状动脉开口灌注冠状动脉循环，最后从冠状静脉窦流入右心房。模型的建立主要包括晶体灌注液（K-H溶液）的制备、心脏的分离和置管、灌流、以及心功能、心电等参数测定等步骤^[12]。一般K-H液组成包括:氯化钠(NaCl) 118.5 mmol/L、碳酸氢钠(NaHCO₃)25.0 mmol/L、氯化钾(KCl)4.7 mmol/L、硫酸镁(MgSO₄)1.2 mmol/L、磷酸二氢钾(KH₂PO₄)1.2 mmol/L、葡萄糖11 mmol/L、氯化钙(CaCl₂)2.5 mmol/L^[12-13]。由于晶体灌注液携氧能力较差，灌注前2 h及实验过程中需持续给予95%O₂与5%CO₂混合气体，以保证灌流液中含有充足O₂，充入的CO₂也是将灌注液pH维持在7.4左右的保证，并把温度控制在37℃^[14]。由于K-H液不含血液中的蛋白等其他分子，钙离子多以游离状态存在，远超生理状态下的游离钙离子浓度，故许多研究将钙浓度调整为1.2~1.8 mmol/L^[12]。心脏分离前应提前准备好灌流装置，取出心脏后立即放入4℃灌流液以降低代谢防止缺血损伤，套管管径应与动脉大小匹配，插管深度应合适，一般以右心房上缘约2 mm不超过主动脉瓣口为宜，离心脏太近易损伤主动脉瓣堵塞冠状动脉入口；太远则易使灌流液从主动脉分支漏出。插管时让液体经套管持续缓慢滴下以防止气栓形成堵塞冠状动脉，整个过程尽量控制在30 s以内。插管后心脏多会立即复跳，为了保证实验的稳定，多在心脏复跳15~30 min后进行实验。全心缺血-再灌注的模拟可通过完全阻断灌注液而获得，一般30 min内的全心缺血为可逆性损伤^[15-16]。

Mochizuki等^[17]在一项大鼠Langendorff心肺复苏实验中通过完全中断灌流30 min以造成全心缺血缺氧损伤后，继续予15~40 mmHg（1 mmHg=0.133 kPa）低灌注压灌注10 min以模拟临床的CPR过程，之后再予75~90 mmHg的灌注压进行自主循环恢复后的灌注。我们也可以在实验中借鉴这种建模方式，根据自身实验的需要在缺血前、低灌注过程中或再灌注后的阶段进行相应的干预实验。Langendorff模型干预方法的药物添加比较特殊，对于一些药物干预性实验，常用的给药方法主要有三种：其一是将配成一定浓度的药液由心脏插管的侧管经主动脉逆行滴注心脏，此种给药方法给药速度快，用药量少，但难以做到药物的量-效精确研究，不适合长时间的给药^[18]。Zamiri等^[19]发表在Circulation杂志上的一项复苏开始应用丹曲林可改善室颤性心脏骤停动物生存结局的研究就曾采用此方法；其二是将微量泵连接于心脏插管的侧管，通过调节微量泵速度和心脏灌流流速，来计算给药浓度，此种方法相对精确，可进行药物的量-效关系研究，药物也可以较长时间作用于心脏；此外也可将药物溶解在灌流液中给药，这种方法给药浓度精确，但用药量相对较大^[20]。

Langendorff模型的检测指标除了可直接监测心脏的收缩舒张功能、冠状动脉灌流量、灌注压外，还可研究冠脉对干预刺激等的反应性，进行心脏的电生理等方面的研究，此外还可对灌流液及心脏组织进行分子生物学的检测和分析，了解心肌的代谢和损伤。

需注意的是在模型建立动物的选择上，大鼠由于心肌动作电位时程太短，不适合心律失常及抗心律失常药物的研究；而豚鼠因其冠脉循环特点不适合心肌缺血的研究。

2.4 模型评价

离体组织器官模型具有细胞实验的一些特点，同时保留了与体内组织相似的细胞构筑和联系，实验干预因素直接作用于组织器官，便于观察和研究干预因素对特定组织器官功能代谢的影响，具有良好的稳定性，较高的可重复性。但同样需注意的是离体组织器官模型脱离了机体内环境的调节，局部组织器官缺氧复氧过程并不能完全代表复苏后系统性缺血-再灌注所致的组织器官损伤。而上文中介绍的Langendorff模型采用逆向灌流的方式并不符合正常的生理状态^[12]。

3 动物模型 3.1 适用范围

动物心肺复苏模型除了可以从整体上评估动物的复苏效果以及生存预后外，同样可用于部分病理生理机制的探讨，在复苏前、复苏中及复苏后的研究中均得到广泛的采用。建立和人类心脏骤停及心肺脑复苏病理生理过程相似的动物模型对更好地了解心肺脑复苏过程，改进完善现有的治疗方法，探索新的救治方法具有极其重要的作用。

3.2 材料选择

目前心肺复苏研究中用到的动物模型包括大、小鼠，兔，犬，羊，猪等多种模型，其中大鼠、兔、猪使用较广。大鼠价格相对便宜，复苏过程中的血流动力学参数及病理生理改变和人类似，但是小动物复苏模型对实验中出现的微小变动极其敏感，对实验操作要求高，临床相关性相对较差；兔实验模型可操作性较强，具备大动物模型易于置管、采血、给药和进行血流动力学监测等优点，价格也相对便宜，但其在解剖生理等方面较之猪和犬与人差异更大；猪在新陈代谢、解剖生理等许多方面和人有很高的相似性，操作性强，能较好地模拟临床复苏情境，是探索新的复苏策略和复苏后续研究较理想的方法，许多研究结果甚至被推荐为临床应用。但猪实验的开展需要团队协作，在场地、时间、人力、物力、财力等方面都要求较高，一定程度上限制了其发展^[21-22]。

3.3 模型建立和应用

心脏骤停的发病机制众多，不同的实验模型代表了不同的心脏骤停发生机制^[23]。目前心脏骤停模型的建立方法常用的主要有电诱导致颤法和窒息法两种，分别代表了临床最常见的心脏和呼吸源性的心脏骤停。此外尚有一些模拟特殊情况下心脏骤停的方法，如药物注射法、心脏血管阻断法、放血法，以及外力挤压等。电诱发致颤法又可分为右心起搏导管交流电致颤法、食管心脏起搏法、胸内电击法以及体外电击法等，其中以右心起搏导管交流致颤法最经典，心脏骤停诱导成功率高，模型更稳定。电击诱导心脏骤停过程迅速，但大鼠、家兔等小动物在诱导室颤后容易自动转复为窦性心律，故在对这些小动物进行室颤诱导时往往需持续电流刺激2~3 min以保证成功致颤^[21-23]；窒息法诱导心脏骤停的过程相对缓慢而渐进，实验中一般会先对动物进行肌肉松弛和镇静处理，以完全中断动物的自主呼吸，同时断开呼吸机（夹闭或保持气道开放）来诱导窒息^[24-25]。对于心脏骤停的识别，室颤性心脏骤停往往可以从监护仪上看到突然出现的室颤心率，动物的大动脉搏动突然消失同时伴有动脉收缩压迅速下降至小于25 mmHg，而对于像窒息以及失血等原因所诱导的心脏骤停，动物血压往往是逐渐下降，且多不伴有突然改变的心电节律，实验中往往由研究者自己定义^[21]。Yi等^[26]在家猪心肺复苏实验中将心脏骤停定义为动脉收缩压小于30 mmHg；而López-Herce等^[27]的定义除要求动脉收缩压小于30 mmHg外, 心率也需小于60次/min；此外还有要求心电图需呈无脉性电活动（PEA）、心室颤动或心室静止^[28]。

目前对于动物模型尚并没有统一的心肺复苏标准，不同动物的心肺复苏方法存在一定的差异。猪在解剖生理上与人体最接近，某些心肺复苏方法可借鉴临床指南。猪胸外按压频率可采用100~120次/min^[29]，大鼠和兔基础心率快，胸外按压频率一般均为200次/min左右^[30-31]；猪胸外按压深度约为胸廓前后径的25%^[32]，大鼠和兔的按压深度也约为胸廓前后径的1/3^[30-31]，其中大鼠可在复苏过程中适当调整按压深度以保证冠脉灌注压（CPP）≥20 mmHg^[25]；三者按压放松比均为1:1，保证胸廓充分回弹；猪的按压通气比为2:1，当复苏过程中使用呼吸机持续通气时，频率可为10次/min^[29]，大鼠复苏过程中在使用呼吸机通气的情况下按压通气比也多为2:1^[25]，而兔的通气频率约为35~45次/min不等^{[30, 33]}；猪和兔复苏中的潮气量为6~7 mL/kg即可（8~15 mL/kg也有报道），大鼠一般为6.5 mL/kg^{[25, 27-34]}；首次除颤能量猪和兔可按3 J/kg进行设置，除颤失败则在下一循环除颤时增加1 J/kg，而大鼠除颤能量多为2~4 J^{[24-26, 28-34]}；肾上腺素的给予剂量一般为20 μg/kg，每3~4 min给予一次^{[24-26, 28-34]}。许多实验中还会在复苏开始给予一定量的碳酸氢钠，但指南暂未将其列为常规的复苏措施^[27]。动物复苏成功的标志指南推荐为动脉收缩压大于60 mmHg，且持续时间大于10 min^[21]。由于不同实验中采用的复苏方法及标准存在一定的差异，研究人员在进行实验报道时应对其具体采用方法进行详细说明，以便其他人员可对实验进行复制和验证^[21]。

动物实验的检测指标包括心肺复苏过程中心肺复苏术实施质量的监测，以及血流动力学、血气代谢、复苏成功率等复苏效果的监测，复苏后的器官功能及生存预后，也可对实验动物进行取材，比较和观察组织病理的改变，检测组织器官中相关分子生物学指标的变化等。

需注意的是不同动物模型耐缺血缺氧的时间不同，实验研究中为了在保证复苏成功率的同时保证模型的损伤差异，在大鼠等对缺血缺氧较敏感的小动物实验中诱导心脏骤停时间可相对缩短，而对于像猪一类的大动物，笔者研究发现心脏骤停时间大于10 min时动物的损伤差异才凸显^[35]，故在选用猪进行实验时应适当延长动物的缺血缺氧时间。而对于窒息性心脏骤停模型，心脏骤停前的窒息时间和心脏骤停时间一样，是决定心肺复苏成败的主要因素之一^[28]，在实验的设计时不能和室颤模型一样仅考虑心脏骤停时间的长短。

3.4 模型评价

动物实验能相对较好地模拟临床实际，实验结果具有较好的现实意义，但是动物实验中的混杂因素很多，动物来源、动物大小、术前动物准备、麻醉方案、实验参数监测、记录标准等不同均直接影响着实验结果。所以研究者在动物实验中应该尽可能减少其他因素的干扰，保证实验的一致性，对实验做好严格的把控和记录，尽量增大样本量并反复验证以保证实验结果的可信度，从而更好地服务于临床。

4 计算机高级模拟人 4.1 适用范围

医学模拟人充分逼真地模拟人体的解剖结构、生理功能和临床实际情况，且无医疗风险和可重复操作，在心肺复苏医学教学、技能训练、技能评估等方面得到广泛应用^[30]，除此之外，其也可在心肺脑复苏研究中用来进行某些复苏策略的探讨。

4.2 模型应用

目前许多用于心肺脑复苏演练的模拟人不仅可以真实地模拟循环和呼吸系统解剖结构，而且还能对气道开放程度、呼吸频率、通气容量以及胸外按压的深度、频率等方面进行实时反馈和记录。计算机模拟人操作可以很好地模拟临床复苏情境，检验不同操作人群、不同复苏流程、不同复苏策略等情形下心肺脑复苏术的执行效果，并通过计算机对记录的数据进行分析，探究影响复苏效果的可能因素，进而为临床复苏方法的提高和改进提供更多有价值的参考数据。如笔者所在团队通过计算机模拟人实验发现非医学专业人士按照指南进行心肺复苏时，虽然在按压1 min未出现主观疲劳，但已出现按压质量下降，所以在人员充足时进行1 min轮换可能更有利于保证按压质量^[31]；再如，Yu等^[32]在计算机模拟人实验中发现进行胸外按压时，使用中文从1数到10数三遍的计数方式比从1数到30的计数方式按压质量会更高。

4.3 模型评价

高端模拟人复苏模型已成为近几年心肺复苏技术培训和团队抢救流程优化的重要研究对象，为心肺复苏的实践研究拓展出新的道路。但需注意的是模拟人的构造并不等同于真人，临床中复杂的危急情况也不可能在模拟人上完整体现，模拟操作与临床真实操作之间仍存在很大差距。

5 结语

实验研究的最终目的都是运用于临床，服务于患者。细胞实验中病理生理机制的发现，可进一步通过动物实验进行验证；小动物实验获得的实验数据可以用来设计和进行临床相关性更好的大动物实验；而临床中发现的某些现象，动物实验得出的研究结果，也可进一步地通过离体的组织或细胞实验来进行机制的探讨。心肺脑复苏研究的模型众多，各有其优劣，研究者可根据自己的实际需要选择一种或几种合适的模型进行实验，从而使研究结果更加可靠，为临床诊疗提供更多合理有效的尝试。